Исследование распределения гемозоина при инвазии O. felineus и оценка его роли в модификации микробиоты желчных протоков
Аннотация
Спектрофотометрически определен уровень накопления гемозоина в различных органах животных при экспериментальном описторхозе, а также оценен вклад гемозоина в способность инвазии O. felineus модифицировать микробиоту желчных протоков. Микробиота оценена путем метагеномного анализа образцов желчных протоков интактных животных и животных с описторхозом, также в исследование включены образцы зрелых форм O. felineus. Показано, что гемозоин накапливается преимущественно в печени при инвазии O. felineus. Инвазия O. felineus приводит к увеличению альфа-разнообразия микробиоты желчных протоков у животных, при этом этот эффект не связан с присутствием гемозоина в желчных протоках. Метагеномный анализ выявил, что наиболее представленными таксонами в зрелых формах O. felineus являются Sphingomonas, Prevotella, Methylobacterium.
2. Orjih A. U., Fitch C. D. Hemozoin production by Plasmodium falciparum: variation with strain and exposure to chloroquine // Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-General Subjects. 1993. Vol. 1157, № 2. P. 270—274.
3. Chen M. M., Shi L., Sullivan D. J. Haemoproteus and Schistosoma synthesize heme polymers similar to Plasmodium hemozoin and β-hematin // Molecular and biochemical parasitology. 2001. Vol. 113, № 1. P. 1—8.
4. Oliveira M. F. et al. Structural and morphological characterization of hemozoin produced by Schistosoma mansoni and Rhodnius prolixus // Febs letters. 2005. Vol. 579, № 27. P. 6010—6016.
5. Sun J., Li C., Wang S. Organism-like formation of Schistosoma hemozoin and its function suggest a mechanism for anti-malarial action of artemisinin // Scientific reports. 2016. Vol. 6.
6. Lamikanra A. A. et al. Hemozoin (malarial pigment) directly promotes apoptosis of erythroid precursors // PloS one. 2009. Vol. 4, № 12. P. e8446.
7. Deroost K. et al. Hemozoin induces hepatic inflammation in mice and is differentially associated with liver pathology depending on the Plasmodium strain // PloS one. 2014. Vol. 9, № 11. P. e113519.
8. Truscott M. et al. Schistosoma mansoni hemozoin modulates alternative activation of macrophages via specific suppression of Retnla expression and secretion // Infection and immunity. 2013. Vol. 81, № 1. P. 133—142.
9. Perkins D. J. et al. Severe malarial anemia: innate immunity and pathogenesis // International journal of biological sciences. 2011. Vol. 7, № 9. P. 1427.
10. Awandare G. A. et al. Role of monocyte-acquired hemozoin in suppression of macrophage migration inhibitory factor in children with severe malarial anemia // Infection and immunity. 2007. Vol. 75, № 1. P. 201—210.
11. Pershina A. G. et al. Hemozoin “knobs” in Opisthorchis felineus infected liver // Parasites & vectors. 2015. Vol. 8, № 1. P. 459.
12. Бычков В. Г., Крылов Г. Г., Плотников А. О. Описторхоз в Обь-Иртышском бассейне (вопросы этиологии и патогенеза) // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2007. № 4. С. 1—6.
13. Ромашов Б. В. и др. Описторхоз в бассейне Верхнего Дона (Воронежская область). Воронеж, 2005.
14. Огородова Л. М. и др. Распространенность гельминтной инвазии Opisthorchis felineus у детей в Томске и Томской области // Вопросы современной педиатрии. 2011. Т. 10, № 3.
15. Fedorova O. S. et al. Opisthorchis felineus infection and cholangiocarcinoma in the Russian Federation: A review of medical statistics // Parasitology international. 2017. Vol. 66, № 4. P. 365—371.
16. Saltykova I. V. et al. Biliary Microbiota, Gallstone Disease and Infection with Opisthorchis felineus // PLoS neglected tropical diseases. 2016. Vol. 10, № 7. P. e0004809.
17. Максимова Г. А. и др. Экспериментальная модель описторхоза на хомяках (Mesocricetus auratus) // Бюллетень сибирской медицины. 2012. Т. 11, № 6.
18. Deroost K. et al. Improved methods for haemozoin quantification in tissues yield organ-and parasite-specific information in malaria-infected mice // Malaria journal. 2012. Vol. 11, № 1. P. 166.
19. Caporaso J. G. et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data // Nature methods. 2010. Vol. 7, № 5. P. 335—336.
20. DeSantis T. Z. et al. Greengenes, a chimera-checked 16S rRNA gene database and workbench compatible with ARB // Applied and environmental microbiology. 2006. Vol. 72, № 7. P. 5069—5072.
21. Paulson J. N. et al. Differential abundance analysis for microbial marker-gene surveys // Nature methods. 2013. Vol. 10, № 12. P. 1200—1202.
22. Paulson J. N. et al. Differential abundance analysis for microbial marker-gene surveys // Nature methods. 2013. Vol. 10, № 12. P. 1200—1202.
23. Berrilli F. et al. Interactions between parasites and microbial communities in the human gut // Frontiers in cellular and infection microbiology. 2012. Vol. 2.
24. Gause W. C., Maizels R. M. Macrobiota—helminths as active participants and partners of the microbiota in host intestinal homeostasis // Current opinion in microbiology. 2016. Vol. 32. P. 14—18.
25. Mosca A., Leclerc M., Hugot J. P. Gut microbiota diversity and human diseases: should we reintroduce key predators in our ecosystem? // Frontiers in microbiology.2016. Vol. 7.
26. Katokhin A. V. et al. Assessment of the genetic distinctions of Opisthorchis felineus from O. viverrini and Clonorchis sinensis by ITS2 and CO1 sequences // Doklady Biochemistry and Biophysics. MAIK Nauka/Interperiodica, 2008. Vol. 421, № 1. P. 214—217.
27. Kaewpitoon N. et al. Opisthorchis viverrini: the carcinogenic human liver fluke // World journal of gastroenterology: WJG. 2008. Vol. 14, № 5. P. 666.
28. Chng K. R. et al. Tissue microbiome profiling identifies an enrichment of specific enteric bacteria in Opisthorchis viverrini associated cholangiocarcinoma // EBioMedicine. 2016. Vol. 8. P. 195—202.
29. Loke P., Lim Y. A. L. Helminths and the microbiota: parts of the hygiene hypothesis // Parasite immunology. 2015. Vol. 37, № 6. P. 314—323.